Нейроны, восстанавливающие ходьбу после паралича

Nature, том 611, страницы 540–547 (2022 г.) Процитировать эту статью

133 тыс. доступов

19 цитат

3171 Альтметрика

Подробности о метриках

Травма спинного мозга прерывает пути, ведущие от головного мозга и ствола мозга к поясничному отделу спинного мозга, что приводит к параличу. Здесь мы показываем, что пространственно-временная эпидуральная электрическая стимуляция (EES) поясничного отдела спинного мозга1,2,3, примененная во время нейрореабилитации4,5 (EESREHAB), восстановила ходьбу у девяти человек с хронической травмой спинного мозга. Это восстановление включало снижение активности нейронов в поясничном отделе спинного мозга человека во время ходьбы. Мы предположили, что это неожиданное снижение отражает зависящий от активности отбор определенных субпопуляций нейронов, которые становятся необходимыми для ходьбы пациента после травмы спинного мозга. Чтобы идентифицировать эти предполагаемые нейроны, мы смоделировали технологические и терапевтические особенности, лежащие в основе EESREHAB, на мышах. Мы применили секвенирование одноядерной РНК6,7,8,9 и пространственную транскриптомику10,11 к спинному мозгу этих мышей, чтобы составить молекулярный атлас восстановления после паралича с пространственным разрешением. Затем мы использовали тип клеток12,13 и пространственную приоритезацию, чтобы идентифицировать нейроны, участвующие в восстановлении ходьбы. Возникла единственная популяция возбуждающих интернейронов, гнездящихся внутри промежуточных пластинок. Хотя эти нейроны не необходимы для ходьбы до травмы спинного мозга, мы показываем, что они необходимы для восстановления ходьбы с ЭЭС после травмы спинного мозга. Увеличение активности этих нейронов фенокопировало восстановление ходьбы, возможное с помощью EESREHAB, тогда как их абляция предотвращала восстановление ходьбы, которое происходит спонтанно после умеренной травмы спинного мозга. Таким образом, мы идентифицировали субпопуляцию нейронов, организующую восстановление, которая необходима и достаточна для восстановления ходьбы после паралича. Более того, наша методология создает основу для использования молекулярной картографии для выявления нейронов, отвечающих за сложное поведение.

Нейроны, отвечающие за ходьбу, расположены в поясничном отделе спинного мозга14. Чтобы ходить, мозг передает команды по нисходящим путям, идущим каскадом от ствола мозга, чтобы активировать эти нейроны15,16. Тяжелая травма спинного мозга (ТСМ) нарушает работу этой прекрасно организованной системы связи15. Хотя нейроны, расположенные в поясничном отделе спинного мозга, не повреждаются напрямую в результате травмы, истощение важных супраспинальных команд делает их нефункциональными4. Последствием является постоянный паралич.

В отдельных тематических исследованиях сообщалось, что ЭЭС может немедленно реактивировать нефункциональные нейроны поясничного отдела спинного мозга17,18, позволяя людям с параличом ходить1,18,19,20. Применение ЭЭС во время нейрореабилитации (EESREHAB) еще больше улучшило восстановление ходьбы, даже когда стимуляция была отключена1,21.

Биологические принципы, посредством которых EESREHAB задействует и реконструирует поясничный отдел спинного мозга для восстановления ходьбы, остаются неизвестными. Мы предположили, что EESREHAB должен задействовать и ремоделировать важные, но еще не идентифицированные нейроны спинного мозга, которые становятся необходимыми для ходьбы после паралича.

Сначала мы проверили, может ли EESREHAB восстановить ходьбу у большой популяции людей с ТСМ, и включает ли это восстановление ремоделирование поясничного отдела спинного мозга.

Девять человек были включены в первое клиническое исследование на людях «Стимуляция движения поверхностная» (STIMO) (clinicaltrials.gov: NCT02936453; Дополнительная информация), целью которого было установить безопасность и осуществимость EESREHAB для улучшения восстановления ходьбы у людей. с хронической ТСМ. EESREHAB сочетает в себе хирургически имплантированный нейростимулятор, соединенный с многоэлектродным электродом-лопаткой, который обеспечивает замкнутый цикл управления биомиметическими протоколами EES1,2,18, а также наземную нейрореабилитацию, поддерживаемую многонаправленной роботизированной системой поддержки1,22 (рис. 1a и дополнительная таблица 1). . У первых шести участников был тяжелый или полный двигательный паралич, но все они сохранили некоторую степень чувствительности в ногах. У трех других участников наблюдался полный сенсомоторный паралич. Первым шести участникам были имплантированы перепрофилированные электроды-лопатки, первоначально разработанные для лечения нейропатической боли1, а последним трем участникам были имплантированы специально разработанные электроды-лопатки новой конструкции, предназначенные для воздействия на совокупность грудных, поясничных и крестцовых дорсальных корешков, участвующих в производство ходьбы18.

5/session; mixed-effects model, t = –6.40, P = 2.9 × 10–8). e, f, The role of SCVsx2::Hoxa10 neurons in the reorganization of muscle responses to EES was evaluated using Cre-dependent expression of Gi, e, or Gq DREADDs in SCVsx2::Hoxa10 neurons, f. The timelines summarize the timing of the various experimental procedures. The photographs illustrate the expression of DREADD receptors in SCVsx2::Hoxa10 neurons. Long-latency muscle responses to single-pulse of EES were quantified before and 30 min after CNO injections that either silenced (Gi) or activated (Gq) SCVsx2::Hoxa10 neurons. Bar plots report the integral of the RMS of long-latency muscle responses for each each experimental condition (n = 5 mice per group (Gi); paired samples two-tailed t-test, t = 2.4, P = 0.046; n = 5 mice per group (Gq); paired samples two-tailed t-test, t = 2.8, P = 0.047). g, Three complementary strategies were used to evaluate the role of SCVsx2::Hoxa10 neurons during basic unskilled walking in uninjured mice: targeted injections of AAV5-flex-hm4di (Gi) or AAV5-flex-Jaws in the lumbar spinal cord of Vsx2Cre mice to evaluate the short-term or immediate impact of silencing SCVsx2::Hoxa10 neurons, and targeted injection of AAV-flex-DTR to evaluate the long-term impact of the complete ablation of SCVsx2::Hoxa10 neurons. Locomotor performance was evaluated during overground walking using the procedures detailed in Extended Data Fig. 2e (n > 20 gait cycles per mouse, n = 5 mice per group). The bar plot reports locomotor performance, quantified as average scores on PC1 (n = 5 mice per group except for DTR with n = 8 mice per group; paired samples two-tailed t-test, Gi: t = 1.4; P = 0.23; LED: t = 1.5, P = 0.21; DTR: t = 1.1, P = 0.33), and the number of SCVsx2::Hoxa10 neurons per tissue section (SCVsx2::Hoxa10 ablation, n = 7 mice; no ablation, n = 4 mice; independent samples two-tailed t-test, t = 12.3, P = 6.2 × 10–7). Bar plots show the mean with individual data points overlaid. Error bars show the standard error of the mean. *, P < 0.05; **, P < 0.01; ***, P < 0.001./p>

20 per mouse, n = 4 mice per group). Bars report n = 4 mice per group; statistics indicate Tukey HSD tests following repeated measures ANOVA, P < 10–15, P = 0.003 and P = 0.002, respectively. c, As in b, but during acute silencing of SCVsx2::Hoxa10 neurons with Gi in mice that underwent four weeks of EESREHAB (n = 4 mice per group; statistics indicate Tukey HSD tests following one-way ANOVA, P = 7.2 × 10–10, P = 2.1 × 10–5, P = 0.0006 respectively). d, As in c, but during acute activation of SCVsx2::Hoxa10 neurons with Gq in mice tested at four weeks post-SCI (no EESREHAB) with EESOFF and EESON (n = 4 mice per group; statistics indicate Tukey HSD tests following one-way ANOVA, P = 3.1 × 10–5, P = 4.4 × 10–7, P = 3.1 × 10–5, P = 0.0069 respectively). e, As in d, but following the chronic silencing of SCVsx2::Hoxa10 neurons (Gi, CNO in drinking water) in mice that underwent four weeks of EESREHAB, chronic activation of SCVsx2::Hoxa10 neurons (Gq, CNO in drinking water) in mice after SCI, and chronic activation of SCVsx2::Hoxa10 neurons (Gq, CNO in drinking water) in mice that underwent four weeks of rehabilitation without EES (n = 5 mice per group; statistics indicate Tukey HSD tests following one-way ANOVA, P = 0.0007, P = 1.6 × 10–5, P = 0.004, P = 0.011, respectively). f, Chronic silencing of SCVsx2::Hoxa10 neurons during EESREHAB altered the connectome and projectome of SCVsx2::Hoxa10 neurons compared to mice that underwent EESREHAB. 3D reconstructions show the labeled neurons in the reticular formation 3 days following the infusion of Cre-dependent PRV Ba2017 in the lumbar spinal cord of Vsx2Cre mice. The density of vGluT1 synapses apposing SCVsx2::Hoxa10 neurons was quantified to evaluate the synaptic projection from large-diameter afferent fibers onto SCVsx2::Hoxa10 neurons. The projectome of SCVsx2::Hoxa10 neurons was vizualized using infusions of AAV-flex-tdTomato in the lumbar spinal cord. The bar plots show the average number of vGluT1 synapses apposing SCVsx2::Hoxa10 neurons (n = 6 mice per group; independent samples two-tailed t-test, t = –3.1, P = 0.018), the number of neurons in the reticular formation (n = 4 and 3 mice per group, respectively; independent samples two-tailed t-test, t = –4.3, P = 0.0076), and the density of projections from SCVsx2::Hoxa10 neurons in the ventral horn (n = 4 mice per group; independent samples two-tailed t-test, t = –9.2, P = 0.0003). g, The impact of the chronic ablation of SCVsx2::Hoxa10 neurons on the natural recovery of mice with thoracic lateral hemisection SCI was evaluated as in Extended Data Fig. 13g, and summarized in the timeline of experiments. Photographs show coronal sections of the hemisected spinal cord at the lesion epicenter, while CLARITY-optimized light sheet microscopy illustrates the interruption of the reticulospinal tract on the hemisected side. Locomotor performances were evaluated as detailed in the other panels. Bar plots, n = 5 mice per group; independent samples two-tailed t-test, t = 6.6, P = 0.0002; t = –3.4, P = 0.09; t = –1.9, P = 0.093, respectively). h, Photographs show coronal sections of the spinal cord with Vsx2 RNAScope, confirming the reduction in the number of SCVsx2::Hoxa10 neurons in the lumbar spinal cord of Vsx2Cre mice after diphtheria toxin injections. Bar plots report the mean number of Vsx2 labeled neurons per section in the spinal grey matter (SCI n = 3, SCI with SCVsx2::Hoxa10 ablation n = 4 mice; independent samples two-tailed t-test, t = 9.5, P = 0.0001). Photographs below show examples of projections from reticulospinal neurons in the lumbar spinal cord in both groups of mice. The plot reports the mean density of reticulospinal projections across the dorsoventral extent of the spinal cord for mice with SCI (n = 3) and mice with SCI and ablation of SCVsx2::Hoxa10 neurons (n = 4). Ribbons show the standard deviation (two-tailed Wilcoxon rank-sum test, W = 2008248, P < 10–15). Bar plots show the mean with individual data points overlaid. Error bars show the standard error of the mean. *, P < 0.05; **, P < 0.01; ***, P < 0.001./p>

Блог